Энциклопедии, словари, справочники
 Энциклопедии, словари, справочники (поиск)   /   Токсикология ядовитых растений  Читатели спрашивают 
 
А Б В Г
Д Е Ж З
И К Л М
Н О П Р
С Т У Ф
Х Ц Ч Ш
Щ Э Ю Я

3. ОБНАРУЖЕНИЕ ЯДОВИТЫХ РАСТЕНИЙ В КОРМЕ

Присутствие ядовитых растений или их частей в корме можно обнаружить ботаническим, биологическим и химическим исследованиями.

Ботаническое исследование. На присутствие ядовитых растений нужно исследовать прежде всего корма, скармливаемые животным (во время возникновения отравлений или в дни, им предшествовавшие), и травостой, если есть основание предполагать, что отравление произошло на пастбище. В некоторых случаях особое значение может иметь анализ остатков корма, находимых в кормушках. Ботаническое исследование сводится к нахождению в исследуемом материале частей ядовитых растений.

Ботаническое исследование корма и фитотоксикологическое обследование пастбищ должны проводиться лицами, хорошо знающими ядовитые растения и их морфологические особенности. При исследовании молотых кормов прежде всего нужно обратить внимание на однородность окраски материала, выделяя части, отличающиеся своим цветом от общего фона окраски кормового средства (например, пестрые мраморные скорлупки семян клещевины, черные частицы семенной оболочки куколя). Особенности клеточного строения раздробленных ядовитых примесей в муке, отрубях, жмыхах, комбикормах определяют при помощи лупы или микроскопа.

Фитотоксикологическое обследование пастбища имеет целью определить наличие в травостое растений, которые можно считать виновниками наблюдавшегося заболевания (заболеваний) животных. При наличии таких растений определяют количество их в травостое, характер расселения среди других растений, места их произрастания в отношении рельефа, воды и в смысле доступности для животных и пр., словом, все условия, которые могут способствовать отравлению или, наоборот, затруднять возможность отравления.

Во время обследования пастбища может возникнуть необходимость ознакомиться с тем, как сами животные относятся к Подозреваемому растению. Это можно выяснить внимательным наблюдением за животными.

Наблюдения за поедаемостью и способностью животных отличать ядовитые растения в засоренном корме или травостое могут быть использованы в известной мере как критерий для токсикологической оценки отдельных растений.

В более полном объеме фитотоксикологическое обследование пастбища может слагаться из следующих приемов:

  1. ознакомление с видовым составом травостоя; взятие проб растений для последующего химического или биологического исследования;
  2. наблюдение за поведением животных на выпасе в смысле отношения животных к травостою данного естественного пастбища и поедаемости ими отдельных растений;
  3. учет метеорологической обстановки в дни, предшествовавшие отравлению, и в момент отравления; знание метеорологической обстановки может оказаться полезным в установлении отравления некоторыми растениями (например, образующими синильную кислоту, сенсибилизирующими к действию солнечного света);
  4. опрос населения как в отношении вообще благополучия (или неблагополучия) травостоя местных пастбищ по ядовитым растениям, так и в отношении данного отравления. В последнем случае особенно полезны могут быть сведения, полученные от лиц, имевших непосредственное соприкосновение с животными (пастухи, чабаны, конюхи). Путем опроса можно уточнить обстоятельства, при которых возникло отравление (место, время с момента выгона на пастбище, поведение животных на пастбище, состояние животных перед выгоном); характер течения и признаки отравления; таким же путем могут быть получены сведения о самом растении или его частях, которые послужили причиной отравления;
  5. проведение ориентировочных химических исследований на содержание ядовитых веществ в отобранных пробах растений;
  6. производство полевых биологических испытаний (если имеется возможность).

При наличии у обследующего лица достаточного опыта и знаний нет надобности обращать внимание на все ядовитые растения изучаемого пастбища, а следует выбрать растения, поедание которых животными может дать клиническую картину, сходную с картиной наблюдавшегося отравления.

Основанием заподозрить то или иное растение в ядовитости является ботаническое родство его с другим растением, токсичность которого точно установлена. В 1937 г. жеруха лесная на основании сравнения с известным по своей ядовитости гулявником была впервые заподозрена в качестве причины отравления большого количества лошадей (оба растения относятся к одному семейству). Биологический эксперимент вполне подтвердил правильность такого предположения. Большое токсикологическое значение жерухи было после не раз подтверждено и в производственных условиях.

Нахождение в травостое остатков съеденных растений оказывает большую помощь в установлении непосредственной причины отравления. При исследовании содержимого желудка судят о наличии ядовитых растений не только по остаткам частей растений, но и по специфическому запаху. Ботаническое исследование содержимого желудка может оказаться особенно полезным у крупного рогатого скота. Находимые в рубце части растений бывают крупными, мало-разжеванными, доступными для ботанического определения. Это больше касается корневищ (вех ядовитый) и крупных листьев (белокрыльник). Чтобы облегчить распознавание смятых, свернувшихся мягких частей содержимого (листья, даже цветки), нужно положить их в сосуд с холодной водой, в которой они легко расправляются. По удалении из воды мягких частей можно определить ботанический состав содержимого и по оставшимся на дне сосуда семенам и плодам растений.

Химическое исследование. Целью химического исследования при отравлениях является определение наличия ядовитых веществ в материалах, имеющих отношение к данному случаю отравления (в органах животного, корме, содержимом желудка и экскрементах). Исследование обычно ограничивается качественным определением ядовитых веществ и очень часто не идет далее группового их определения (например, определение веществ группы алкалоидов, группы глюкозидов, эфирных масел и др.). Выделение отдельных ядовитых веществ в чистом виде, изучение их свойств и состава могут оказаться необходимыми только в том случае, когда знание этих веществ должно быть положено в основу каких-либо особых практических мероприятий.

Отсутствие положительного результата химического исследования корма или содержимого желудка еще не решает отрицательно вопрос о возможности действия какого-либо яда. Яд может разложиться под влиянием брожения или гниения материала, может улетучиться при высушивании или превратиться в другое соединение. К таким ядам могут относиться глюкозиды, некоторые алкалоиды, эфирные масла.

Общие приемы открытия алкалоидов. Общие приемы открытия алкалоидов основываются на ряде групповых свойств их и сводятся к доказательству их наличия в экстрактах из исследуемого материала.

Приготовление экстрактов в основном сводится к следующему.

Алкалоиды в растениях находятся в соединении с какой-либо кислотой. Поэтому предварительно стараются или разбить естественную связь алкалоида с органической кислотой и перевести его в свободное состояние (экстракция в виде свободных алкалоидов), или же искусственно перевести алкалоид в соединение с другой кислотой, дающей с ним хорошо растворимую, доступную извлечению соль (экстракция алкалоидов в виде солей). На полученную в последнем случае соль алкалоида действуют щелочью. Образовавшийся благодаря этому свободный алкалоид, как и в первом случае, переводят в раствор не смешивающегося с водой какого-либо органического растворителя (хлороформа, эфира и др.). Водную жидкость и раствор алкалоида в органическом растворителе легко отделяют друг от друга.

Этот основной процесс приготовления экстрактов из алкалоидных материалов сопровождается рядом дополнительных приемов, направленных к тому, чтобы освободить экстракт от большого количества побочных балластных продуктов (белковых тел, жиров, смол, красящих веществ и пр.). Присутствие последних нежелательно не только потому, что они загрязняют экстракт, но главным образом потому, что при открытии алкалоидов они могут симулировать присутствие их образованием осадков или даже воспроизведением физиологического действия при опытах на животных.

Практически методы приготовления экстрактов могут меняться. Более полным и доступным можно признать извлечение алкалоидов подкисленной водой (М. Д. Швайкова, А. В. Степанов, 1943).

Метод основан на извлечении алкалоидов в виде щавелевокислых или виннокислых солей водой, а после — в виде оснований хлороформом. Небольшую навеску подлежащего исследованию растительного материала хорошо измельчают (до порошкообразного состояния) и тщательно смешивают с водой в соотношении 1 : 12 (при этом соотношении порошковидного объекта и воды получаются лучше всего фильтрующиеся смеси); смесь подкисляют раствором щавелевой кислоты до ясно кислой реакции на лакмус и оставляют при комнатной температуре на 1 час; время от времени смесь взбалтывают. По истечении часа смесь фильтруют через складчатый фильтр.

Полученную водную жидкость повторно (три раза) извлекают небольшими порциями (при навеске в 5 г — 15—20 мл) хлороформа. Извлечение ведут осторожно, 40—50 раз перевертывая делительную воронку, чтобы избежать образования эмульсии. При плохом разделении жидкостей в делительную воронку вносят небольшими порциями растертый хлористый натрий. Хлороформные вытяжки соединяют вместе, выливают на небольшой фильтр (при наличии эмульсии в ряде случаев при этом можно наблюдать ее расслаивание), фильтруют и по испарении хлороформа при комнатной температуре исследуют на группу веществ, извлекаемых хлороформом из кислых растворов.

Водный кислый раствор алкалоидов теперь подщелачивают раствором аммиака до ясно щелочной реакции на лакмус и вновь повторно (3—4 раза) при осторожном перевертывании воронки извлекают небольшими порциями хлороформом. Извлечения сливают вместе, промывают небольшим количеством (5 мл) воды, фильтруют через маленький складчатый фильтр и по удалении хлороформа при комнатной температуре исследуют на наличие алкалоидов.

При исследовании на наличие алкалоидов внутренних органов трупа (печень, желудок и др.) берут 100 г материала, тщательно его измельчают и заливают 200 мл воды (при соотношении объекта и воды 1 : 2), подкисляют до ясно кислой реакции на лакмус водным раствором щавелевой кислоты и оставляют на 2 часа при частом взбалтывании. Водное извлечение отфильтровывают через складчатый фильтр или марлевый мешочек, остаток на фильтре или марле несколько раз промывают водой. Мутный или даже окрашенный (в темно-бурый цвет при извлечении из печени) фильтрат повторно (3—4 раза) извлекают хлороформом сначала из кислого, а затем из подщелаченного 10%-ным раствором аммиака водного раствора. Хлороформные вытяжки из кислого раствора, соединенные вместе, и хлороформные вытяжки из щелочного раствора, соединенные вместе, промывают небольшими количествами (до 5 мл) воды, фильтруют через складчатые фильтры и исследуют на вещества, извлекаемые хлороформом из кислого и щелочного раствора.

Полученный после испарения хлороформа остаток из кислого раствора (в виде солей алкалоидов) и из щелочного раствора (в виде свободных оснований) будут содержать в себе алкалоиды, если они имелись в исследуемом материале. Эти остатки могут быть употреблены как материал для доказательства наличия алкалоидов при помощи осадочных цветных реакций и для физиологических исследований. Остатки, после извлечения из щелочных растворов, при помощи слабого раствора соляной кислоты переводят в соль; жидкости дают испариться, а остаток растворяют в небольшом количестве дистиллированной воды; последний раствор употребляют для осадочных реакций и для биологических опытов.

Экстракцию алкалоидов в виде свободных оснований можно вести непосредственно из растительного материала. Измельченный материал сначала увлажняют и затем смешивают с какой-либо сухой щелочью (известью, окисью магния) или же смачивают раствором щелочи (аммиака, едкого натра, соды), тщательно перемешивают и на некоторое время оставляют в таком состоянии (с целью перевести в свободное состояние все имеющиеся в материале основания). После этого материал экстрагируют каким-либо органическим растворителем (хлороформом, эфиром, бензолом и др.). Экстрагируют, как и в первом случае, до полного удаления из материала всех оснований. Все экстракты сливают вместе, экстрактор выпаривают или отгоняют, а полученный остаток (после подкисления) употребляют для осадочных реакций и для опытов на животных.

Последний способ может быть еще более упрощен. Небольшое количество измельченного в колбе материала в течение одной ночи экстрагируют 2—5%-ным раствором нашатырного спирта; на следующий день жидкую часть отделяют, сливают в делительную воронку и обрабатывают хлороформом. Небольшой объем (около 5 мл) профильтрованной хлороформной вытяжки наливают в химическую пробирку и сверху — слабый раствор соляной кислоты в объеме 1/31/4 вытяжки. Осторожным опрокидыванием пробирки достигают смешения жидкостей, благодаря чему свободный алкалоид из щелочного раствора переводят в водный раствор его соли. Каплю, взятую при помощи пипетки из водного (верхнего) раствора, исследуют при помощи осадочных реакций на наличие алкалоидов (И. А. Гусынин).

Для ориентировочных исследований на содержание алкалоидов в полевых условиях применяют следующий метод (В. С. Соколова). Растительный материал (цельное растение или его части) измельчают, помещают в колбу, заливают 1%-ным раствором уксусной (щавелевой) кислоты так, чтобы раствором покрывался весь растительный материал; жидкость в колбе доводят до кипения, остужают и профильтровывают через бумажный фильтр в другую колбу; фильтрат испытывают на содержание алкалоидов при помощи осадочных реакций. Более определенно можно говорить о наличии алкалоидов в растении, если положительные результаты такого исследования подтверждаются получением алкалоидов из щелочных растворов. В этом случае полученный из растения кислый экстракт переводят, как указано выше, в щелочной раствор (добавлением раствора аммиака или другой щелочи), сливают в делительную воронку и экстрагируют хлороформом. Хлороформную часть жидкости сливают в другую воронку, добавляют к ней 3—4 мл слабого раствора соляной или другой кислоты и осторожным встряхиванием переводят свободный алкалоид (алкалоиды) из хлороформа в водный (кислый) раствор в виде соответствующей соли алкалоида. Последний (раствор) испытывают на содержание алкалоидов при помощи осадочных реакций.

Для качественных диагностических реакций осаждения обычно пользуются растворами полученных алкалоидных остатков в слабой соляной кислоте (1—2%-ной).

В качестве реактивов можно употреблять:

  1. водный раствор пикриновой кислоты (1 : 100);
  2. водно-спиртовой раствор танина (10 частей танина, 80 частей воды, 10 частей 95°-ного спирта);
  3. водный раствор йод-йодкалия (5 частей йода, 10 частей йодистого калия, 100 частей воды);
  4. водный раствор сулемы — йодистого калия (1 часть сулемы, 4 части йодистого калия, 95 частей воды);
  5. водный раствор кремневольфрамовой (силиковольфрамовой) кислоты (3 части концентрированной серной кислоты, 5 частей кремневольфрамовой кислоты, 100 частей воды);
  6. водный раствор фосфорномолибденовой кислоты (3 части концентрированной серной кислоты, 5 частей фосфорномолибденовой кислоты, 100 частей воды).

Из указанных реактивов очень высокой чувствительностью по отношению к алкалоидам обладают фосфорновольфрамовая и кремневольфрамовая кислоты.

Технику самой реакции осаждения проводят следующим образом. Алкалоидный остаток из щелочного раствора растворяют в небольшом количестве хлороформа и разливают на ряд маленьких часовых стекол (в зависимости от количества употребляемых реактивов); дают хлороформу полностью испариться; остаток растворяют в 1—2 каплях слабой соляной кислоты, к которой добавляют каплю реактива. При исследовании алкалоидного извлечения из кислого раствора 1—2 капли его смешивают с 1—2 каплями реактива.

При наличии алкалоида после соединения капель образуется более или менее обильный осадок, различный по окраске, в зависимости от примененного реактива; осадки более заметны, если их рассматривать на контрастном фоне.

Летучие алкалоиды (кониин, никотин) перегоняют с водяным паром или прямо из растительного материала после обработки его щелочами и освобождения таким образом алкалоида, или же сначала извлекают алкалоиды- из растительного материала подкисленными растворами и после нейтрализации кислот щелочью перегоняют из этих растворов. Перешедшие в дистиллят свободные алкалоиды извлекают хлороформом, эфиром и пр.

Для открытия алкалоидов в растительном материале один из полевых экспресс-методов построен на принципе распределительной хроматографии на бумаге. Метод основан на реакции образования окрашенных осадков при взаимодействии растворов, содержащих алкалоиды (сока свежих растений), с раствором Драгендорфа, которым пропитывается индикаторная бумага. Капля сока, выжатого щипцами из свежего растения, наносится на реактивную бумагу. При этом хлорофилл, белок и другие крупноструктурные и нерастворимые вещества тотчас же адсорбируются бумагой в центре возникающего пятна, а растворимые вещества увлекаются током жидкости от центра в радиальном направлении и в зависимости от их растворимости в воде располагаются на различных расстояниях от центра пятна. Алкалоиды, вступающие в реакцию с реактивом Драгендорфа, дают окрашенное в красный или оранжевый цвет кольцо, которое в зависимости от количества алкалоидов приобретает различную толщину. В качестве щипцов для отжима сока можно использовать обычные плоскогубцы с гладкой рабочей поверхностью и небольшим корытообразным углублением на конце, которое служит для сбора сока. Реактивную бумагу готовят следующим образом: 8 г основного азотнокислого висмута растворяют в 20 мл 30%-ной азотной кислоты (у. в. 1,18) и полученную жидкость вливают в раствор, содержащий 27,2 г йодистого калия в 30 мл воды. Через 24 часа жидкость отфильтровывают от выделившихся кристаллов, фильтрат смешивают с 600 мл метанола и через 24 часа повторно отфильтровывают. Полученным раствором путем погружения пропитывают фильтровальную бумагу (ватман № 1), которую для освобождения от избытка реактива помещают между двумя листами фильтровальной бумаги и высушивают (Г. К. Никонов, 1959).

Другая, легче выполнимая модификация метода состоит в следующем. О наличии алкалоидов судят по оранжевым пятнам, которые возникают на местах соприкосновения свежего растения и бумаги при их сжатии щипцами с гладкой поверхностью. На бумагу накладывают небольшой срез того или иного органа (листа, стебля, цветка) растения; бумагу и срез сильно сжимают щипцами. При наличии алкалоидов выступивший при сжатии сок окрашивает бумагу в оранжево-красный цвет. При наличии в срезе хлорофилла (лист, стебель) оранжевое окрашивание бумаги от алкалоидов наблюдается в виде каймы вокруг зеленых пятен (от хлорофилла) или в виде оранжево-красных пятен между зелеными пятнами. Лучшие результаты получаются при применении бумаги, приготовленной следующим способом. Полоску бумаги для хроматографии размером 10 Х 70 см погружают в реактив, состоящий из смеси 20 мл раствора 0,42 г основного нитрата висмута в 25 мл 20% уксусной кислоты и 60 мл раствора 8 г йодистого калия в 20 мл дистиллированной воды. Бумагу высушивают в вертикальном положении при комнатной температуре до воздушносухого состояния и разрезают на полоски 2,5 Х 8 см (Г. К. Никонов, А. И. Баньковский, 1959).

Химическое открытие глюкозидов. При исследовании растительного материала на присутствие глюкозидов нужно устранить возможность распада их от действия сопутствующих ферментов. Для инактивирования ферментов растительный материал быстро нагревают до 70—80° и затем глюкозиды извлекают горячей водой (70—80°) или же кипящим спиртом. По окончании извлечения жидкость отфильтровывают. При пользовании спиртом последний отгоняют, а глюкозиды извлекают из остатка водой. Водные извлечения (в том и другом случае) оставляют для выкристаллизовывания глюкозидов. Иногда необходимо предварительно очистить их от дубильных и красящих веществ смешиванием с животным углем, раствором уксуснокислого свинца, окисью цинка и пр., после чего жидкости отфильтровывают и подвергают кристаллизации. В частности, для извлечения сапонина из семян куколя можно применять следующий метод. Тонкоизмельченный материал экстрагируют в течение нескольких часов (3—4) 50%-ным спиртом при нагревании с обратно поставленным холодильником. С одним и тем же материалом извлечение лучше повторить два раза. Полученные извлечения смешивают, фильтруют и освобождают отгонкой от спирта; остаток высушивают с избытком окиси магния. Высушенную и превращенную в порошок массу извлекают горячим абсолютным спиртом; спирт отфильтровывают; при добавлении к нему эфира сапонин выпадает в виде белого осадка; последний может быть собран на фильтре и высушен (в эксикаторе).

О вероятном присутствии веществ сапонинового характера в порошкообразных кормах (муке, отрубях, жмыхах, других растительных порошках) можно судить по образованию стойкой пены при встряхивании таких порошков с водой в пробирке или водных экстрактов, полученных из них. Существует очень простой способ определения и оценки степени пенообразования: к навеске в 5 г воздушносухого измельченного растительного материала прибавляют 250 мл дистиллированной воды и нагревают до кипения. После охлаждения экстракт фильтруют через двойной слой марли, затем через раствор пропускают струю воздуха в течение 1—2 секунд и наблюдают объем и устойчивость образовавшейся пены. Одним крестом (+) обозначают слабое пенообразование, обусловленное наличием незначительных количеств сапонинов; пена в этом случае удерживается в течение менее 15 секунд; двумя крестами (++) обозначают среднее образование пены, удерживающейся в течение до 30 секунд; наконец, тремя крестами (+++) обозначают хорошее пенообразование с устойчивостью пены в течение одной и более минуты (Л. С. Четверикова, В. И. Киченко, Л. М. Уткин, 1959).

Раствор сапонина при добавлении серной кислоты окрашивается в красноватый цвет; при нагревании смеси сапонина со спиртом, подкисленным серной кислотой, и при добавлении раствора сернокислой закиси железа (FeSO4) эта смесь окрашивается в сине-зеленый цвет.

Открытие и получение эфирных масел. Простым и верным методом обнаружения и получения эфирных масел служит отгонка их из растительного материала вместе с водяным паром.

Прибор для отгонки состоит из колбы для помещения исследуемого материала, холодильника, приемника и парообразователя. Колба закрывается пробкой с двумя отверстиями; через одно из них при помощи трубки она соединяется с холодильником и далее через него — с приемником; через другое — трубкой, доходящей до дна колбы, — с парообразователем. В качестве парообразователя может быть использована обыкновенная стеклянная колба или употребляется специальный металлический сосуд. Вместо линейного холодильника целесообразно применять шариковый холодильник, имеющий большую площадь охлаждения.

При получении эфирных масел очень удобны приемники, сконструированные по типу флорентийской склянки, обеспечивающей непрерывный отток воды и нахождение эфирного масла на одном и том же уровне.

Более быстрое обследование растительного материала на присутствие эфирного масла может быть обеспечено при помощи прибора Гинзберга. Последний состоит из широкогорлой колбы, соединяемой с шариковым холодильником; в верхней части колбы в качестве приемника прикрепляется градуированная трубка, нижний (утонченный) конец которой изогнут наподобие флорентийской склянки. Небольшое количество (20—50 г) измельченного материала помещают в колбу и заливают его достаточным количеством воды; колбу подогревают (на примусе, электроплитке); образующиеся пары воды вместе с парами эфирного масла конденсируются в холодильнике и поступают из него в виде жидкости в приемник; эфирное масло собирается в верхней части приемника, вода через изогнутый конец трубки поступает обратно в колбу. По делениям на трубке можно точно учесть количество полученного масла. Воду в холодильник можно подавать из любого сосуда, установленного выше холодильника.

Биологическое исследование. Для подтверждения факта отравления или выяснения отдельных обстоятельств, способствующих установлению диагноза, иногда необходимо экспериментально воспроизвести изучаемое заболевание. При проведении такого эксперимента должно быть учтено следующее.

Опыт может быть проведен в полевых условиях и в искусственной обстановке. В первом случае экспериментальным животным создают условия, в которых может произойти естественное отравление животных и которые предварительно изучены исследователем. Во втором случае заболевание воспроизводят искусственно скармливанием подозрительных растений или дачей животным получаемых из этих растений различных препаратов. Объектом изучения в том и другом случае должно быть свежее (зеленое) и сухое растение. В качестве препаратов можно использовать перегоны из растительного материала (для доказательства в нем летучих веществ), вытяжки водные и сделанные при помощи различных органических извлекателей (спирта, эфира, хлороформа и др.). Препараты животным можно вводить через рот, под кожу, в вену, в конъюнктивальный мешок, так как известно, что интенсивность действия яда и характер клинического проявления зависят не только от дозы и концентрации, но и от способа введения. Лучший способ введения через рот. Вещества, лишенные специфического запаха и вкуса, можно давать, примешивая к обычному корму; в других случаях их вводят непосредственно в желудок, пользуясь желудочным зондом. Наиболее легко удается введение зонда собакам и овцам, более трудно — кроликам. Инъекции в кровь у кроликов легко производить в ушные вены; у собак и кошек — в vena saphena. Перед впадением в кровь применяемые препараты нужно пропустить) через тонкопористые (бактериальные) фильтры. Все опыты по воспроизведению отравления должны быть проведены параллельно с подобными же опытами (контрольными) с растениями, не внушающими никакого подозрения в смысле ядовитости, но взятыми с тех же участков пастбищ, где собраны и подозреваемые растения.

Весь комплекс указанных исследований: различные методы приготовления препаратов из растительного материала, фильтрование этих препаратов через тонкопористые фильтры, параллельные опыты с подозреваемыми и заведомо неопасными растениями — позволит, в частности, в достаточной мере дифференцировать интоксикацию ядовитым растением от инфекционных заболеваний.

При выборе животных нужно помнить о соответствии вида животного для целей биологического опыта. Лучше опыты проводить на теплокровных животных, но и в этом случае нужно иметь в виду различие в действии яда на травоядных и плотоядных животных, а также учитывать видовые, физиологические особенности их. Известна, например, стойкость кроликов к алкалоидам типа атропина; некоторые животные физиологически неспособны к проявлению рвоты и др. (частные приемы биологического исследования, доказывающие отравления отдельными ядовитыми растениями, приводятся в соответствующих статьях специальной части книги).

Для простого качественного доказательства наличия сапонина в корме достаточно наступления самого факта гемолиза в водных экстрактах из сапонинсодержащих кормов. Для этого небольшие количества корма экстрагируют физиологическим раствором (в отношении 1 : 5 или 1 : 10) в течение от нескольких часов до суток при комнатной температуре или лучше при температуре 37°. Экстракт отфильтровывают от корма. В небольшие количества экстракта (1 мл), влитого в пробирки (можно в различных соотношениях с физиологическим раствором: цельный, 0,75 мл экстракта на 0,25 мл физиологического раствора и т. д.), вносят определенные объемы эритроцитной смеси или просто оксалатной крови кролика (отмеренные, например, меланжером для взятия крови при определении гемоглобина). Контролем к данной пробе должны быть взяты экстракты из заведомо доброкачественного корма.

Для количественного определения гемолитической активности может быть использован следующий метод. К навеске 1 г воздушно-сухого измельченного и просеянного через сито (с размером отверстий 0,5 мм) растительного материала прибавляют 100 мл 1/15 M буферного раствора смеси фосфатов, к которой добавлена соляная кислота до концентрации 0,85% (рН 7,3—7,4), и помещают в водяную баню (95—98%) на 30 минут, перемешивая через 15 минут. Раствор отфильтровывают через складчатый фильтр в мерную колбу и объем жидкости доводят до 100 мл. Готовят 2%-ную взвесь эритроцитов: 4,5 мл крови кролика смешивают с 0,5 мл 3,65%-ного раствора лимоннокислого натрия и добавляют 220 мл раствора смеси фосфатов и хлористого натрия (соотношение растительного материала и жидкости 1 : 200), смешивают 1 мл экстракта и 1 мл взвеси эритроцитов, осторожно встряхивают и через 1 час отмечают наличие или отсутствие гемолиза. При наличии гемолиза определяют так называемый “гемолитический индекс”. Для определения его в 10 пробирок наливают по 1 мл взвеси эритроцитов и добавляют убывающие количества (начиная с 0,9 мл) буферной смеси и возрастающие количества (начиная с 0,1 мл) экстракта из растения с расчетом, чтобы в каждой пробирке был 1 мл жидкости. Получается ряд пробирок с соотношениями буферной смеси и экстракта растения (1 : 200) 9 : 1; 8 : 2; 7 : 3 и т. д.; или с концентрациями сапонинов 1 : 2000; 1 : 1000; 1 : 665; 1 : 500; 1 : 400; 1 : 335; 1 : 285; 1 : 250; 1 : 220; 1 : 200. Через 1 час и через 20 часов отмечают, при каком разведении экстракта наблюдается полный гемолиз. Если через 1 час при разведении 1 : 2000 раствор в пробирке стал прозрачным и ярко-красным, то экстракт разбавляют в 10 раз и определяют снова (Л. С. Четверикова, В. И. Киченко, Л. М. Уткин, 1959).

Реакцию агглютинации в качестве биологического метода используют для определения наличия рицина.


^ЗГЛ: 3. ОБНАРУЖЕНИЕ ЯДОВИТЫХ РАСТЕНИЙ В КОРМЕ